制限酵素の活性の定義、純度検定、保存、添付Bufferについて

制限酵素活性の1 Uは、各酵素反応液50 μl中、原則として37℃で1時間に1 μgのλDNAを完全に分解する酵素量とする。なお、活性測定に用いた基質および反応温度については、酵素ごとに記載している。他のUniversal Bufferでの相対活性は、「Universal Buffer・Basal Bufferによる制限酵素活性表示システム」に一括して記載している。

各酵素Lotごとに下記の項目を基本にチェックしている。
1. Overdigestion Test
各精製酵素について、基質DNA（通常λDNA）1 μgと過剰量の酵素とを16時間反応させる。その後、アガロースゲル電気泳動のDNA泳動パターンによりnon-specific DNaseの有無を判定している。
2. Genome DNA Analysis
選定した制限酵素（酵素ごとに明記）についてチェックする。適当なBacterial Genome DNA（Agarose embedded、0.5μg DNA/50 μl Gel）に対して、20～150 Uの制限酵素を加え、16時間反応させる。その後パルスフィールド電気泳動を行い、DNA泳動パターンに乱れがないことを確認している。
概要については「Genome DNA Analysis Gradeについて」に一括して記載している。
3. Ligation-Recutting Test
基質DNAに対して、まず、2～50倍過剰の酵素を作用させる。切断されたDNAを回収し、5'末端濃度が0.1～1.0 μMになるようにT4 DNA Ligase Buffer［66 mM Tris-HCI（pH7.6）、6.6 mM MgCl₂、10 mM DTT、0.4 mM ATP］に溶解させる。適当量のT4 DNA Ligaseを加え、16℃で1時間あるいは16～18時間反応させる。DNA回収後、制限酵素反応液に溶解させ、同じ制限酵素でDNAを再切断する。以上の結果により、ligase inhibitor、phosphatase、exonucleaseの有無を判定している。なお、Ligation効率、Recutting効率について、タカラバイオの品質規格を「Ligation-Recutting効率品質規格について」に一括して記載している。
4. Labeled oligonucleotide assay (LOA) test
LOA testは、酵素および試薬溶液のNuclease汚染の有無を確認するテストである。
5’末端または3’末端を蛍光標識したオリゴDNA（制限酵素切断部位を持たない）を制限酵素とともに1時間反応後、反応液を電気泳動しオリゴDNAの長さを測定する。
検出されるDNA断片長の変化から、各種Nuclease汚染（5'-exonuclease、3'-exonuclease、endonuclease）の有無を判定する。

各酵素とも－20℃で保存（ただし、Aat II については－80℃凍結保存）。
各酵素とも一回程度の凍結溶解であれば失活はみられない。保存形状については、「制限酵素形状一覧表」にその保存緩衝液および組成を一括して記載している。

タカラバイオでは、各制限酵素に活性測定に用いた10×Bufferを添付している。また、全制限酵素に10×Loading Bufferを添付している。